做實驗步就是樣品收集，看似簡單的一項工作，其實也是重中之重！每一步都必須小心謹慎，這樣才能保證實驗更順利出色的完成。下面讓我們一起看看樣品是如何收集的：
一： 腹水采集分成兩類：
1.活著抽取腹水活著抽取腹水主要用到的是酒精棉球與注射器（2-5ml） 以及滅后菌的eppendorf管(因為腹水還要分離所以用這個，便于離心）。方法就是用酒精棉球擦拭要進針的位置（大概是在腹部中線偏右側處）， 而后先讓注射器中留點空氣而后進針再將注射器慢慢往后推腹腔中有壓力慢慢腹水會往外流，進針時要輕輕下上提一下，感覺*就好。
2.處死抽取腹水處死抽取腹水就是用止血鉗兩把，剪刀小號2把，鑷子2把即可。 先用剪刀鑷子輕輕在小鼠腹腔外皮剪一個小口，而后用兩把止血鉗輕輕兩邊拉開，使露出腹部，而后用另一把剪刀鑷子剪開內皮，用槍或玻璃直管即可去腹水。也建議放置eppendorf中。
二：胸水的采集：
主要采用胸腔穿刺法收集實驗動物的胸水，也可處死實驗動物剖開胸腔采集胸水。
三：穿刺點定位：
于實驗動物脊側腋后線第11～12肋間隙穿刺，穿刺針緊貼肋骨上緣，否則容易損傷肋間神經。此部位是肺下界之外側，既可避免損傷肺組織造成氣胸，又易采集在隔肋竇的胸水。此外，也可在腹側胸壁近胸骨左側緣第4～5肋間隙穿刺。
穿刺方法：
實驗動物取立位或半臥位固定，局部皮膚去毛、消毒、麻醉，穿刺針頭與注射器之間接三通連接裝置，實驗人員以左手拇指、食指繃緊局部皮膚，右手握穿刺針緊*肋骨下緣處垂直進針，穿刺肋間肌時產生一定阻力，當阻力消失有落空感時，說明已刺入胸膜腔，用左手固定穿刺針，打開三通連接裝置，緩慢抽取胸水。
操作中嚴防空氣進入胸腔，始終保持胸腔負壓。穿刺應用手控制針頭的深度，以防穿刺過深刺傷肺臟。
建議保存在-80度冰箱。
四：腦脊液：請離心后收集上清，并將標本保存于-20oC，且應避免反復凍融。
五：尿液：請收集清晨次尿液（中段尿），或24 小時尿液，2000×g 離心15 分鐘后收集上清，并將標本保存于-20oC，且應避免反復凍融。
細胞培養上清或其它生物標本：請1000×g離心20分鐘，取上清即可檢測，或將上清置于-20oC或-80oC保存，但應避免反復凍融。
六：細胞裂解液：
1）貼壁細胞需要先用胰酶消化，離心收集細胞（懸浮細胞可直接離心收集）；
2）將收集到的細胞用冷PBS洗3次；
3）物理方法裂解細胞（可先超聲破碎細胞，再反復凍融）：
i 超聲破碎：取適量PBS重懸細胞，用一定功率的超聲波處理細胞懸液，使細胞急劇震蕩破裂。
ii 反復凍融：將待破碎的細胞在-20oC以下冰凍，室溫融解，反復3次，使細胞溶脹破碎。
4）將標本于2-8oC 1500×g離心10分鐘，收集上清備用。
七：組織勻漿：
1） 取適量組織塊，于預冷PBS（0.01mol/L, pH 7.0-7.2）中清洗去除血液，稱重后備用（組織塊較大需先剪碎后再勻漿）；
2） 可同時選用多種勻漿方法達到較好的破碎效果：首先將組織塊移入玻璃勻漿器，加入5-10mL預冷PBS進行充分研磨，該過程需在冰上進行（有條件實驗室可選用機器勻漿）；得到的勻漿液可再利用超聲破碎或反復凍融進一步處理（超聲破碎過程中注意冰浴降溫；反復凍融法可重復2次）。
3） 將制備好的勻漿液于5000×g離心5分鐘，留取上清即可檢測。
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